石蓴種子化
中文摘要
本研究主要的目的是去分離及培養，海洋大型綠藻裂片石蓴(Ulva fasciata Delile)的原生質體，然後再誘發其形成細胞團(Callus)懸浮液，做為藻類之種子化。本研究亦利用電子顯微鏡，做其原生質體發育過程形態的超微構造之觀察。藻類原生質是以4% 纖維𠕇及2% 軟化𠕇於1.2M的山梨醇溶液中分離而來。平均原生質體產率為3.23×107個/每克鮮重。螢光染色結果顯示，80.5%剛分離之原生質體在培養4天後，再生出新的細胞壁。在掃瞄式電子顯微鏡的觀察下，剛分離的原生質體已分泌出少量的膠狀物質於其體表。在培養6小時後，原生質體則完全被這些膠狀物質覆蓋。這些膠狀物質在培養一天後，互相融合成厚厚的膠狀層。在穿透式電子顯微鏡的觀察下，原生質體於培養的第五天，在此厚膠狀層中，蓄積由微絲體構成的細胞壁。約有平均10%的剛分離的原生質體，於培養6~14天中開始細胞分裂。在進一步地培養下，這些分裂的原生質體會發育成各種不同形狀的細胞團或葉狀體。在8月末到11月所採集的藻體，所分離的原生質體，它們會發育成動孢子囊及葉狀藻體。動孢子囊在培養的24~30天內會釋放動孢子。動孢子經過培養，會直接發育成一般藻體。相反地，由3月到6月所採集的藻體，所分離的原生質體，則視所培養的原生質體的密度不同，而發育成葉狀藻體或細胞團。在培養密度低於25個原生質體/每平方厘米下，原生質體直接發育成葉狀藻體。當培養密度介於25及125個之間時，它們發育成葉狀藻體及細胞團。然而，當培養密度高於125個時，它們發育成細胞團。這些細胞團懸浮液已被保存在光度為10-40μmol photons m-2s-1的培養液中超過兩年，當它們被轉移至100-160μmol photons m-2s-1光度下，它們被誘發發育成葉狀體。因此，這些裂片石蓴細胞團懸浮液可做為藻類之種子化。
關鍵詞：藻類種子化；細胞團；細胞壁；綠藻；原生質體；動胞子囊；超微形態學；裂片石蓴；動孢子。
一、前言
過去十多年來已有許多研究，報告一些可食性的大型海洋藻類，被分離出原生質體。例如:石髮，石蓴，青海苔，海帶，紫菜，菩提藻等(Ar Gall et al.1993, Chen 1998, Chen and Chen 1991,
1993, Chen and Chiang 1994a.b, Fujimura et al.1989, Fujita and Migita 1985,
Polner-Fuller and Gibor 1984, 1990, Reddy and Fujita 1991, Reddy et al.1989,
1992, Saga and Sakai 1984, Saga and Kudo 1989, Walland et al.1990)這些大型藻類原生質體，被成功地培養再生成完整之大型葉狀體。這種最近發展可獲取大量原生質體的新技術，提供了這些可食性海藻可被成功地大量培養的機會。然而，這些大型海藻，通常無法長時期培養於實驗室中，因為實驗室無法提供這些大型海藻廣闊的區域、充足的光線以及豐富之營養(新鮮海水)(Chen 1998)。Chen於1998年曾報導，由青海苔(Monostroma latissimum Wittrock)的固著器，分離出來會發育成微小絲狀體的原生質體。這些絲狀體，可被長久保存而不喪失其分化成可食性的大型葉狀藻體，它們如同高等植物的種子般。因此，控制藻類原生質體的分化及去分化，以獲致藻類的種子化，或許可加速及喚起，實際應用藻類原生質體於藻類的大量養殖上。
如同前面所述，在我們先前的研究(Chen and Chen 1991, 1993)及Reddy et al.(1989)的研究，曾報導石蓴原生質體能夠發育成各種形成的藻體。但是，這些由原生質體衍生而來的葉狀體，必須移到它們的天然棲息地，才可做長期的培養，否則它們就會很快地死去。而這正是應用原生質體於藻類大量養殖上的一大瓶頸。因此，在本研究，我們將嚐試去誘發(去分化)有活性的原生質體發育成細胞團。就像是種子的胚胎一樣，由原生質體衍生而來的細胞團之生長被暫時停止，但在需要時，才令其恢復成長至一般大型葉狀藻體。這種由原生質體衍生而來的細胞團之種子化技術，在石蓴目中屬於創新的。除了先前我們研究中的青海苔絲狀體(Chen, 1998)外，此技術應是藻類大量養殖上最方便的方法。
另外，由於原生質體在培養過程中，會立即再生其細胞壁，因此它提供了研究細胞壁再生研究之一個特殊模式系統(Chen and Chiang
1995)。而由原生質體發育成藻體的初期發育行為，亦提供了最新研究藻類形態發生學上的可行性。
本研究的目的是去誘發裂片石蓴(Ulva fasciata Delile)原生質體再生成細胞團懸浮液，以做為石蓴之種子化。石蓴原生質體發育型式的超微形態亦同時研究之。
二、材料及方法
裂片石蓴的大型葉狀藻體是在基隆平浪橋，於1999年一月至十二月份採集。將新鮮的藻體以乾淨的溼紙巾包裹，並以海水保溼，裝入塑膠袋後，置於冰箱中，立即運回國立台灣海洋大學水產養殖系應用藻類生理實驗室。
原生質體的製備，分離及純化過程和我們先前研究的方法一樣(Chen 1998, Chen
and Chen 1991, 1993, Chen and Chiang 1994a)。
石蓴的原生質體是以4% 纖維𠕇及2% 軟化𠕇，在10mL的1.2M山梨醇溶液中分離而來。
所有的分離程序皆是在黑暗中24℃下操作(Marchant and Fowke 1977, Cheney et al.1986, Reddy and Fujita 1991)以促使分離的原生質體沈降下來(Liu et al.1992)。
原生質體的產率是以血球計數器(hemacytometer, Bright-Line,
improved Neubauer 0.1mm deep)在光學顯微鏡(ZEEISS,
Axioskop)下計數，此實驗至少重覆三次。
原生質體的培養及細胞團之誘發:
純化的新鮮原生質體是立即培養於PES (Provasoli’s enriched
seawater)培養液中，並添加0.84M的甘露醇以維持適當的滲透壓(Chen and Chen 1991, Chen and Chiang 1994a)。為誘發使其再生成細胞團，原生質體被稀釋或濃縮成八個濃度，即105，5×105，106，5×106，107，5×107，108及5×108，然後分別培養於八個底部面積為35×65mm2，內含10mL PES培養液的培養皿(Falcon)。由於並不是所有的原生質體均會存活，因此這八組培養皿的培養密度，是在培養十四天後，於倒立式光學顯微鏡(ZEISS, Axiovert
135)下計數之，以決定其最後的培養密度。
所有的原生質體是培養於24℃，12:12光:暗之光週期及160μmol photons m-2s-1的光度下。具再生能力的原生質體是先培養於含0.84M甘露糖醇的PES培養液中五天，然後再移入純PES培養液中做長期的培養(Chen and Chiang 1994)。原生質體的再生行為及原生質的殘存率是使用配有照相設備(MC80DX)的倒立式光學顯微鏡(ZEISS, Axiovert
135)來觀察及拍照。
原生質體細胞壁的再生:
本研究使用一種螢光染劑Calcofluor White ST(Sigma
Chemical Co. St. Louis, Missouri)做為研究原生質體再生細胞壁的情形(Galbraith 1981,
Roberts et al.1982, Chen and Chen 1993)。約0.01%的螢光染劑添加於含0.84M甘露糖醇及PES培養液的原生質體培養皿中。此組原生質體培養皿，每小時於配有螢光設備的倒立式光學顯微鏡(ZEISS, Axiovert135, Excite
filters:Lp510-Kp560; Chromatic bean spliters: Ft580; Barrier filter Lp590)下觀察原生質體細胞壁再生情形(詳細方法請參閱Chen and Chen
1993之報告)。
細胞團的培養及葉狀藻體之誘發:
將原生質體再生而來的細胞團，由原先的40mL培養皿轉移至內含250mL PES培養液的500mL容量的玻璃三角燒瓶中，瓶口塞有棉花塞，並培養於12:12光:暗之光週期下，於24℃。分別於10，20，30，40，60，80，100及160μmol photons m-2s-1的光度下培養。細胞團的再生分化情形是利用配有照相設備(MC80DX)的立體解剖顯微鏡(ZEISS，SV11)來觀察及拍照。
小藻株的培養（將種子化之藻種播種於尼龍繩上）：
將培養於500mL容量的三角燒瓶內的細胞團懸浮液，倒入底部鋪有直徑1mm的尼龍繩，內含12公升PES培養液的玻璃缸(40×30×20cm)內，於12:12光:暗之光週期下，於24℃，分別培養於40，60，80，100，及160μmol photons m-2s-1的光度。小藻珠生長情形，是使用配有照相設備(MC80DX)的立體解剖顯微鏡(ZEIS，SV11)來觀察及拍照。
固定各培養階段的原生質體做為電子顯微鏡之觀察及研究：
將剛分離的原生質體（0小時）、6小時、1天至16天大的原生質體分別移入15mL容量的離心試管中，以便將其固定。這些原生質體先在離心機中(HERMLE Z320)以120xg轉速，於24℃下，離心十分鐘，以便收集原生質體。
0小時及6小時大之原生質體是在PES培養液內添加2% 之戊二醇及0.5M蔗糖，於4℃下，固定1小時。接著，這些原生質體是以300xg轉速下，離心十分鐘來收集之。
經離心過後收集的原生質體再以含5% 戊二醇，10mM氯化鈣及0.2M蔗糖的0.1M二甲砷酸鈉(pH6.0)的緩衝溶液於4℃下，固定1小時。然後，再以含10mM的氯化鈣及0.2M蔗糖的0.1M二甲砷酸緩衝溶液潤洗(rinsed)四次，在這期間蔗糖濃度每次遞減0.05M，最後再以含10mM氯化鈣的0.1M二甲砷酸緩衝溶液(不含蔗糖)潤洗二次。
大於6小時的原生質體固定方式如同上述，但固定時間延長為二個小時，其第一次固定時的蔗糖濃度則改為0.2M。
以上的材料是以含有2% 四氧化鋨的0.1M二甲砷酸鈉緩衝溶液，於4℃下加以後固定一個小時。
經過固定的所有材料，最後再以含有10mM氯化鈣的0.1M二甲砷酸鈉緩衝溶液潤洗四次。
固定過的材料，先以50%的酒精潤洗三次，接著進行脫水。脫水的步驟是在50%，70%，85%，95%及100%的酒精下，連續脫水聚成團狀。這些團狀及其它的材料(7-16天大之原生質體)先以轉換液(propylene oxide)，潤洗三次，每次三十分鐘。接著，以環氧丙烷(propylene oxide)稀釋的Spurr’s resin(稀釋比率為2:1)做滲透，再以1:1比率做滲透，每次四小時於室溫中。然後，將材料置於純Spurr’s resin做聚合(Spurr 1969)。
聚合而成的樹脂塊(block)先以刮鬍刀做整修，然後再置於超微切片機(Reichert
Ultracuts, Leica)中做超微切片。超微切片是以醋酸醯鈾及檸檬酸鉛加以染色(Smith and Croft
1991)。
成團狀的原生質體細胞團及初期的藻株，亦以掃瞄式電子顯微鏡加以觀察。聚合成團狀的原生質體，先懸浮於100%的酒精並輕微地搖晃二天，以促使單獨的原生質體脫出此團狀。接著，所有材料小心地，分別滴於樣品台上，再置於臨界點乾燥機上(HITACHI-HCP-1)做乾燥處理。最後，將它們置於鍍金機(JOEL, JCF, 1100E) 上鍍金，時間設定為三分鐘四十秒。
三、結果
原生質體的產率為1×106至3.13×108個/每克鮮重。如同表一所示，每次的產率均不一致，這是因為材料被採集的時間(月份)，各有不同所致。無論如何，它們的總平均產率為3.23×107個原生質體/每克鮮重。
一種螢光染劑Calcofluor White ST(Sigma)被用來做原生質體再生細胞壁的研究，結果發現約有80.5%的剛分離的原生質體，在培養於含0.84M甘露糖醇的PES培養液中，於第四天已經再生出細胞壁。
剛分離的原生質體的超微切片觀察中(圖一)顯示，葉綠體及其內的蛋白核(pyrenoids)為細胞內最主要明顯的胞器。葉綠體典型地是由層層堆疊的類囊體(thylakoids)所構成(圖一)。蛋白核是位在葉綠體的正中央，其外由數枚碳水化合物構成的澱粉鞘(cap)所圍繞，蛋白核中間被一組類囊體橫越而過(圖一)，葉綠體並且將其他的胞器，擠至細胞的一邊靠近細胞膜處，此原生質體的細胞膜呈現典型的平滑且明顯狀(圖一)。在掃瞄式電子顯微鏡的觀察下，發現剛分離的原生質體呈圓球狀，且已分泌少許的膠狀物質於其體表(圖二)。這些膠狀物質不斷地被分泌出來。這些膠狀物質起初在原生質表面，呈鋸齒條紋狀互交叉排列著，然後於培養的第六小時，它們已覆蓋住整個原生質體(圖三)。接著，在培養一天後，這些膠狀物質，在原生質體表面互相融合成厚厚的凸起塊(圖四)。隨著原生質體的年齡增大，這膠狀層漸厚(圖五)。原生質體在培養的第六天，體形由圓球狀擴增變為橢圓狀(圖五)。四至六天大的原生質體在穿透式電子顯微鏡的觀察下，發現已經有由微絲體(microfibrillar)所構成的細胞壁(約1.7-2μm的厚度)，在這膠質層中蓄積(圖六)。這新形成的細胞壁是由，外層由微絲體緊密堆積成的細薄初級細胞壁(primary wall)，以及內層呈疏鬆狀排列的微絲體的二級細胞壁(secondary wall)所構成(圖六)。細胞膜在這已再生細胞壁的原生質體上已看不清楚。在培養六至十四天中，約有5-30%剛分離的原生質體(平均約為10%)，在再生細胞壁後，接著開始分裂(圖七)。原生質體培養在PES培養液中，在100-160μmol photons m-2s-1的光度下，及光週期為12:12光:暗，24℃下，起初是以中分的方式進行二分裂(binary fission)(圖八)，然後以十字型(cruciate)或立方型(tetrahedral)方式，四分裂(圖九及十)。最後，再發育成各種型式的藻體，或直接發育成葉狀藻株(表一)。
如同表一所示，原生質體發育的型式，隨著藻類材料被採集的月份不同而不同。它們發育成動孢子囊(sporangia)、細胞團(calli)，囊狀、管狀、葉狀及不規則狀藻體。
由十二月至二月份所採集的藻體，所分離出來的原生質體，直接發成管狀藻體，再形成一般葉狀藻體。這種原生質體不發育成細胞團及動孢子囊。它們的發育型式為其它月份的原生質體中最簡單的一種(表一)。
由八月末至十一月份所採集的藻體，所分離出來的原生質體，在培養的14-20天中，則分化成兩種不同的發育型式。約60%的原生質體直接發育成管狀藻體，然後再形成葉狀藻體。另外，40%的原生質體則發育成動孢子囊(圖十一及十二)。動孢子囊的細胞壁外緣，呈明顯的由電子緻密顆粒所構成的條紋(圖十一)，其內緣，則呈不規則且模糊狀。在24℃下，100-160μmol photons m-2s-1的光度，及PES培養液下培養24-30天中，動孢子囊會釋放動孢子。
這些具有兩根鞭毛的孢子(圖十三)，首先是懸浮在動孢子囊內，然後在囊內快速的游動並撞擊孢子囊壁。最後，以似變形蟲狀的方式穿過孢子囊一端的開口，而脫出孢子囊。孢子囊釋放孢子的時間只須數秒鐘，但是這些孢子囊並不是同時釋放孢子的，大約需3~7天所有的孢子囊才能完全釋放完孢子。動孢子在培養液中游動一陣子後，便沈降下來而附著於底部，然後失去鞭毛並直接發育成葉狀藻體。
此外，由八月末至十一月所採集的藻體所分離的原生質體，不管其培養的密度(cell/area)如何，它們從不發育成細胞團。
相對於八月末至十一月所採集的藻體，由三月至六月分所採集的藻體，所分離的原生質體，它們有不同的發育型式。雖然它們不發育成動孢子囊，它們視培養密度的不同，在培養的第十四天會發育成細胞團或者葉狀藻體，或二者皆有。當原生質體培養密度低於25個/mm2(約106個原生質體於含10mL PES的培養液的40ml容量的培養皿)時，它們發育成葉狀藻體。原生質體培養密度介於25至125個/mm2(約106~5×106個原生質體於含10mL PES培養液的40mL容量培養皿)時，它們有些發育成葉狀藻體，另一些發育成細胞團。而當原生質體的培養密度高於125個/mm2(約大於5×106個原生質體於含10mL PES培養液的40mL容量培養皿)時，它們在培養皿底部發育成細胞團(圖十五、十六及十七)。這些細胞團在特定的光度下只會斷裂生殖，當它們培養在10-40μmol photons m-2s-1的光度下，它們大部份維持細胞團狀，只有少數進行斷裂生殖。當光度為40-80μmol photons m-2s-1時，細胞團起初先變大，然後再斷裂成數個細胞團，最後形成細胞團懸浮液(圖十六)。當細胞團培養於光度高於100μmol photons m-2s-1時，它們體型變大，並形成管狀，囊狀，及不規則狀的中空藻體。它們僅由一層細胞構成，並且不進行斷裂生殖。這些初始藻體，一部份發育成葉狀藻體，另一些則發育成約1.38×10mm2的大型囊狀藻體(圖十九)。最後，一些管狀及葉狀藻體從這大型囊狀藻體的一端長出(圖二十)。管狀藻體最後亦發育成葉狀藻體，而大型囊狀藻體則消失不見。
細胞團懸浮液已經培養在10-40μmol photons m-2s-1的光度，12:12光:暗光週期，24℃下，超過二年，期間並無更換新的培養液，它們仍保有發育成葉狀體的能力。將這些細胞團播種在尼龍繩上，七天後它們緊密地附著於尼龍繩上面，在24℃下，光度高於100μmol photons m-2s-1，光週期12:12光:暗下，它們先發育成球狀及管狀藻體(圖二十二)，且有許多直立的藻株不斷地由尼龍繩上長出來。因此，這些細胞團懸浮液，應可做為裂片石蓴之”種子”，亦即達成裂片石蓴之種子化。
四、討論
原生質體的產率隨著藻體被採集的月份不同而不同，其原因可能是石蓴在不同季節中，藻體的生理狀況因溫度，光度，光週期，潮汐及其它不明原因所造成。但是無論如何，本研究的平均產率(3.23×107個原生質體/每克鮮重)和先前我們的研究(Chen and Chen 1991, 1993)的產率頗為一致，並且比Reddy et al.(1989)他們的研究的產率(1~4×106個原生質體/每克鮮重)來得多。
在本研究中，剛分離出來的原生質體是先培養在，具高滲透能力的甘露醇之PES培養液中，然後在原生質體再生出細胞壁後，才培養於一般的PES培養液中，原生質體因為一再生出細胞壁後，就立即轉移至一般PES培養液中培養。因此，原生質體並沒有在這種會影響它們將來再生分裂的高滲透的環境中太久。所以，本研究可以獲致極高數量具活性，能分裂的原生質體(Chen 1998, Chen
and Chen 1991, Chen and Chiang 1994a, Reddy et al, 1989)。根據本研究的掃瞄式電子顯微鏡及螢光染劑的結果，剛分離的原生質體，會馬上分泌一些不定形的膠狀物質於其體表(圖二)，且在培養六小時後，整個原生質體都被這些膠狀物質覆蓋住。這種結果，和我們先前研究紅藻原生質體細胞壁再生之結果相似(Chen and Chiang
1995)。因為，這些膠狀物質，不停地被原生質體分泌出來，並且原生質體會在這膠狀層內蓄積由微絲體構成的細胞壁。因此，有必要利用穿透式電子顯微鏡來觀察微絲體的蓄積情形。本研究同時亦証明綠藻的原生質體，亦如同紅藻的原質體般(Chen and Chiang
1995)，是先分泌膠狀物質於其體表，然後才在這膠狀層內蓄積微絲體。但是，本研究中原生質體內和細胞壁再生有關的胞器行為，則尚需更進一步來研究。
在六至十四天的培養中，原生質體體形由圓形擴大成為橢圓形，或是成為2~4個分裂中的細胞(圖八至十)，可証明這些原生質體具有高度的再生能力。因為一些由原生質體衍生而來的細胞團在培養的第十四天，會斷裂成許多新的個體。因此。在培養十四天後具再生能力的原生質體的比率常不一致(約為5-30%)。但是無論如何，培養107-108個原生質體於含10mL PES培養液的培養皿(底部面積為35×65mm2)，可確保由三月至六月份採集的藻體，所分離出來的原生質體均會發育成細胞團。
Fujimura
et al.(1989)的報告指出，孔石蓴(Ulva pertusa)的原生質體培養於不含其它微生物的環境中，它們會再生成不規則長管狀及蔟狀單絲的藻體。但是，在本研究中，裂片石蓴的原生質體不管初期是再生成何種型式的藻體，它們最終都發育成一般的葉狀藻體。其原因可能是因為是藻種的不同，藻類採集的時間不同以及不同的培養狀況造成的。
Aguirre-Lipperheide
et al. (1995)的報告指出，決定實驗植株(explant)發育成細胞團的因素中，不可控制的因素為植株的生理狀況以及來源。而可控制的因素則為培養基的成份及培養的條件，例如溫度，光度等。本研究確認由三月至六月份所採集的石蓴藻體，所分離的原生質體，培養於高密度(cell/area)狀況下，能誘發其再生成細胞團。也就是說，季節會影響石蓴原生質體的發育型式，是屬於不可控制的因素。相反地，原生質體培養於高密度狀況下可被誘發成細胞團，接著在高光度的培養下，可誘發細胞團發育成葉狀藻體，則屬可控制的因素。本研究認為原生質體在其生長季節(三月至六月)時，為了適應此種擁擠的環境，因此發育成細胞團。Polne-Fuller and
Gibor (1978)的報告指出，石蓴的原生質體培養於膠狀培養基中(agar medium)會發育成細胞團。這種膠狀培養基或許對藻類原生質體來說是另一種擁擠的環境。Mori and Mizuta(1988)也曾報告指出，培養高密度的石髮原生質體，會減低其再生形成完整藻株的比率。
在Reddy et al.(1989)的報告指出，三種石蓴的原生質體各有其不同發育型式。在他們的研究中發現，裂片石蓴(Ulva fasciata)及蠣菜石蓴(U. conglobata)的原生質體會發育成紡綞狀，葉狀藻體及動孢子囊，而孔石蓴(U.
pertusa)者，則發育成球狀、囊狀藻體及動孢子囊。相對照下，本研究的裂片石蓴(U. fasciata)原生質體，則發育出比Reddy et al.(1989)它們的研究的結果，有更多型式的藻體。例如:動孢子囊(圖十一，十二及十四)，細胞團(圖十五至十七)，囊狀(圓球狀)，管狀(紡綞狀)，不規則狀及葉狀藻體等(圖十八至二十二)。更甚者，本研究由原生質體衍生而來的動孢子囊，會釋放出具二根鞭毛之動孢子。本研究認為動孢子囊是由微絲體聚合而成的細胞壁所構成，由圖十一，十二及十四可明顯發現動孢子囊僅是由纖維素的殼及其上有一層膠狀物質所構成，其內部則為一些液狀物質，以供動孢子在其內自由游動。這些液狀物質在電子顯微鏡學的固定過程中，無法被固定下來。本研究無法確定它們是孢子或是配子。一般來說，石蓴的動孢子具有二或四根鞭毛，為無性生殖細胞。而配子有二根鞭毛為有性生殖細胞，但有時亦會進行無性之孤雌生殖(Bold and Wynne
1985)。也就是說，石蓴配子及孢子的特性具有重疊性，使得本研究無法確定它們的身份。無論如何，本研究如同Reddy et
al.(1989)他們一樣，假設這些會動具二根鞭毛之細胞為動孢子。
我們先前的研究(Chen 1998)，曾成功地從青海苔(Monostroma latissimum)的固著器(holdfasts)分離出，可再生成微小絲狀體的原生質體，做為青海苔之種子化。但是，本研究所無法由裂片石蓴的固著器分離出原生質體。裂片石蓴固著器似乎對本研究所使用的混合酵素具有抗性，因此其細胞的細胞壁成分值得更進一步加以探討。
五、
結論
雖然，本研究無法由裂片石蓴分離出，可再生成絲狀體的原生質體。但是，由裂片石蓴原生質體衍生而來的細胞團，可在簡易的培養操作下，去分化及再分化。因此，裂片石蓴細胞團可做為其”種子”，進而應用於藻類之大量養殖上。
七、參考文獻
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